LINFADENOMEGALIA CERVICAL POR
MYCOBACTERIUM KANSASII EN UN Erick Huarcaya1, Berónica
Infante1, Eduardo Chaparro2,
Introducción En pacientes de edad pediátrica, las micobacterias atípicas constituyen causas poco frecuentes de linfadenomegalia regional cuyo diagnóstico no siempre es fácil y para las cuales no se disponen de pruebas serológicas, como en el caso de toxoplasmosis, citomegalovirus, entre otros. La mayoría de los casos de linfadenomegalia por micobacterias atípicas son debidos a M. scrofulaceum y Complejo Micobacterium avium (CMA)1. Se presenta un caso de linfadenomegalia regional de inicio abrupto y evolución tórpida y prolongada que ocurrió en un lactante mayor, cuyo diagnóstico requirió diferentes técnicas de cultivo microbiológicos y pruebas molecular. Además, se discute el diagnóstico diferencial con enfermedad por arañazo de gato (EAG). Paciente y métodos CASO El 15 de octubre de 1998, un paciente varón de un año tres meses, natural y procedente de Lima, Perú, con antecedente de otitis media aguda dos semanas previas, tratada con amoxicilina durante 10 días, sin antecedentes de viajes anteriores, presentó en forma brusca, en aproximadamente 24 horas, malestar general y adenomegalia submaxilar (4 x 5cm), preauricular (2 x 2cm) y cervical anterior (2 x 2cm) izquierdas, con aumento de temperatura local, dolor a la palpación y ligero eritema en la piel suprayacente, además de la presencia de una pápula eritematosa (2 a 3mm) en la región mentoniana. El resto del examen físico no mostró anormalidad. Él paciente tenia contacto con un perro que establecía contacto con los gatos del vecindario pero no directamente con el niño. Luego de la evaluación inicial el paciente recibió 10 días de tratamiento con cefadroxilo 200mg, tres veces al día. Sus exámenes de laboratorio mostraron: hemograma normal, y aerología para toxoplasma negativa. El 7/11/98 el ganglio submaxilar se halló doloroso a la palpación, eritematoso, y abscedado, por lo cual se sometió a drenaje y cultivo para gérmenes comunes, micobacterias y hongos, los que fueron reportados posteriormente como negativos; y, biopsia ganglionar que mostró áreas de necrosis y un proceso inflamatorio abscedado en organización. Con la sospecha de enfermedad de arañazo de gato, se inició el 11/11/98 ciprofloxacina (30rng/kg/d) y rifampicina (17mg/kg/d) por vía oral. Una semana después el ganglio preauricular midió 2 x 2,5cm y tenia un aspecto eritemato-violáceo, no doloroso, mientras que el ganglio cervical anterior permaneció sin variación. El 20/11/98 fue sometido a drenaje y cultivo del ganglio preauricular y a extirpación del ganglio cervical anterior para estudio. Se suspendió la rifampicina y continuó el tratamiento con ciprofloxacina hasta completar un mes. Se tomó hemocultivos, serología para CMV, toxoplasmosis, PPD y radiografía de tórax. Se solicitó serología para B. henselae y B. clarridgeiae, enviándose sueros a la Universidad de Bristol. El aspirado de ganglio preauricular fue cultivado en medios para gérmenes comunes y bartonelas. El examen anatomopatológico mostró una adenitis granulomatosa supurada con necrosis estelar. La coloración para bacilos alcohol Ácido-resistente (BAAR) y Warthyn-Starring fueron negativas. El 10/2/99 se evidenció un ganglio submentoniana de 1 x 1cm persistiendo la región submaxilar izquierda con aumento de volumen y eritematosa. Recibió tratamiento con azitromicina (12mg/kg/día), durante 5 días y finalmente el 18/3/99 tratamiento con cotrimoxazol por 3 semanas, presentando una regresión gradual de la linfadenomegalia submaxilar y submentoniana en el curso de dos meses adicionales. AISLAMIENTO Y CULTIVO MICROBIOLÓGICO Se realizaron los cultivos microbiológicos en el laboratorio de Microbiología Experimental del Instituto de Medicina Tropical Alexander von Humboldt de la Universidad Peruana Cayetano Heredia. Las muestras de sangre se obtuvieron en tubos de vacutainer con ácido ethilenediaminetetra-acético (EDTA) (Becton Dickinson Vacutainer System”) y la muestra de aspirado linfático fue almacenad a -70oC durante tres días2. La muestra fue cultivada en agar Columbia (Difcc) conteniendo 5% de sangre de conejo e incubada a 370C en 5% de C02 (BBL Gas Pak C02, Becton Dickinson Microbiology System) para el aislamiento de Bartonella Sp2-4, agar Columbia con 5% de sangre de conejo en condiciones aeróbicas a temperatura ambiental, y agar Lowenstein-Jenssen a la temperatura medioambiental (18o a 21oC). Los cultivos se examinaron en la forma rutinaria. ANÁLISIS DE PCR El ensayo de PCR se realizó en el laboratorio de Microbiología Experimental del Instituto de Medicina Tropical Alexander von Humboldt de la Universidad Peruana Cayetano Heredia. El ADN se extrajo por medio de lisis térmica de colonias y amplificación del ADN utilizando los primers 16S-ITRf (1µmol/µL) (5'-GGC-CTT-GTA-CAC-ACC-G-3') y 23S-ITRr (1µmol/µL) (5'-GGG-TTT-CCC-GATO-TCG-G-3'), 1Ox PCR Buffer, Mg (1X), mezcla de dNTP (0,2mM), MgC12 (0,15mM), ADN TaqI polimerasa (1,5 U); la amplificación del ADN se desarrollo en termociclador con un ciclo inicial de 5min a 95oC, 35 ciclos de 1min. a 94oC- 1min. a 52oC-1min. a 72oC, y finalmente 1 ciclo de 5min a 72oC. Se evidenció la amplificación en gel de agarosa 1% (80 v y 110 mA). El tamaño de los productos de amplificación fue cuantificado utilizando ADN Lamda/HindIII (300ng) y marcador Ladder 100bp. Muestras de M. chelonae, M. kansassi, M. tuberculoso y CMA del cepario del Instituto fueron utilizadas como controles positivos.
IDENTIFICACIÓN DE ESPECIE En el laboratorio referencial de Micobacterias de Bélgica se desarrolló pruebas de identificación fenotípica clásica y de micobacterias INNO-LiPA (en base a las regiones 16S y 23S del RNA ribosomal, siguiendo el procedimiento previamente descrito5). Se dosó IgG e IgM por IFI para B. henselae 1 y 2, B. clarridgeiae y B. quintana en el Departamento de Patología y Microbiología de la Universidad de Bristol, Reino Unido. Resultados CULTIVOS MICROBILÓGICOS La muestra de aspirado linfático fue sembrada en agar Columbia a 32oC en condiciones aeróbicas, presentado crecimiento de colonias después de 10 días de incubación. Las colonias primarias eran lisas, convexas, opacas, cuyo tamaño variaba entre 0,1 a 0,5mm de diámetro. Los hemocultivos, cultivados bajo condiciones requeridas por Bartonella sp. fueron negativos. El cultivo y subcultivos en agar Lowenstein-Jenssen presentaron crecimiento de colonias luego de 3 semanas de incubación en ambos casos, correspondiendo a BAAR. El antibiograma mostró resistencia a rifampicina, isoniazida, etambutol y estreptomicina. ANÁLISIS DE PCR La cuantificación de los productos de amplificación con los primers 16S y 23S empleando el marcador ADN lamda/Hindill mostraron 550 pb en M. chelonae, 550 pb en M. kansasii, 567 pb en M. avium, 556 pb en M. tuberculosis y 561 pb en el paciente; el control negativo no mostró evidencias de contaminación (Figura 1). IDENTIFICACIÓN DE ESPECIE Sus exámenes de laboratorio mostraron serología para CMV y Toxoplasmosis negativos, PPD 0mm y radiografía de tórax no contributoria. El test clásico de identificación fenotípica concluyó que la cepa correspondía a una micobacteria fotocromogénica relacionada cercanamente a M. kansasii. El test Micobacteria INNO-LiPA reportó M. kansasii y descartó M. avium, M. xenopi, M. gordonae, M. serofulaceum, M. intracellullare, y M. chelonae. Tanto IgG como IgM por IFI a B. henselae 1 y 2, B. clarridgeiae y B. quintana fueron negativas. Discusión Luego de la sospecha clínica inicial fue de una adenitis aguda bacteriana, la evolución, la pobre respuesta a cefadroxilo, el resultado de la serología negativa a toxoplasma y citomegalovirus permitió replantear, en el diagnóstico diferencial, la posibilidad de EAG) Con respecto a la EAG, cuyos agentes etiológicos-B. henselae y B. Clarridgeiae- han sido recientemente reportados en nuestros medios4, el cuadro clínico en un paciente inmunocompetente presenta un periodo prodrómico de dos semanas (rango, 3 a 50días) después de la inoculación, evidenciándose el desarrollo de linfadenomegalia regional en más de 90% de los casos3,6,9; aproximadamente un tercio de los pacientes presenta concomitantemente fiebre y malestar general que puede persistir por un período prolongado4,7,8. La historia de contacto con gatos se halla aproximadamente en los 90% de los pacientes4,6,7. En EAG la mayoría de los pacientes tiene una resolución gradual de la linfadenomegalia en el curso de algunos meses, pudiendo esta prolongase hasta 12 ó 24 meses7. El diagnóstico se realiza principalmente por serología y anatomia patológica ya que el aislamiento por cultivo es inusual y se requiere de condiciones especiales para su cultivo9. En este caso, la biopsia ganglionar mostró en el examen anatomopatológico cambios compatibles con una adenitis granulomatosa supurada con necrosis estelar, características que pueden ser observadas en los casos de enfermedad por arañazo de gato2 e infección por MA. El diagnóstico pudo aclararse con la coloración Wharting-Starring para EAG5 o con el hallazgo de BAAR; sin embargo, ambas fueron negativas. En una revisión de 30 años sobre linfadenitis por micobacterias no tuberculosas se determinó que el 82% de los casos ocurrían en pacientes preescolares, sin distinción de sexo, comprometiendo en todos los casos los ganglios de la cadena cervical10. Para el diagnóstico de linfadenitis por micobacterias se recurre al aspirado de ganglio, en busca de BAAR o el cultivo positivo con una sensibilidad de 46% y una especificidad de 100%; a su vez, el descubrimiento concomitante de inflamación granulomatosa tiene una sensibilidad de 53%, especificidad de 98%, y un VPP de 80%; sin embargo, el descubrimiento aislado de inflamación granulomatosa presenta una sensibilidad de 65% y un VPP de 65%11. Histológicamente, el hallazgo de proceso inflamatorio, supurativo y granulomatoso en el caso del paciente respalda el diagnóstico pero este hallazgo puede darse de la misma manera en el caso de EAG3. En tales casos se facilita el diagnóstico diferencial mediante el hallazgo de BAAR o con la coloración Wharting-Starring para EAG6. Con relación al diagnóstico etiológico, la rapidez de crecimiento en el cultivo permite realizar una discriminación entre diferentes especies de MA12, a pesar que M. kansasii forme parte de aquellas reconocidas como de rápido crecimiento, aquel tomó aproximadamente tres semanas. Asimismo, el diagnóstico de Micobacterias spp. puede realizarse mediante reacción de cadena de la polimerasa (PCR), ya sea utilizando primers 16S y 23S o análisis del gen RNA ribosomal 16S8,13,14. Los primers 16S y 23S han demostrado ser útiles también para realizar el diagnóstico y diferenciación de especies entre bartonelas en casos de EAG y angiomatosis bacilar15. En el caso del paciente el PCR rápido utilizado confirmó la presunción de Micobacteria spp. (Figura 1), y al usar los primers 16S y 23S puede descartar en la misma prueba la posibilidad de bartonelosis como causas de adenomegalia cervical (Huarcaya E, datos no publicados). Sin embargo, la discriminación de la especie requiere de procedimientos más complejos, como el test INNO-LiPA, basada en una secuencia especifica del RNAr5, permitiendo de esta manera discriminar entre especies de MA. En base a estos estudios se determinó que el paciente presentó infección por M. Kansasii; la determinación de la subespecie requiere secuenciamiento del DNA de la bacteria identificada. M. kansasii ha sido implicada principalmente como causa de infección cutánea con formación de granulomas, paniculitis aguda y crónica, foliculitis, celulitis y lesiones esporotricoides secundarias a diseminación linfática local en huéspedes inmunocompetentes e inmunosuprimidos16-18, compromiso pulmonar alveolar en inmunocompetentes asociado a labores mineras y fumadores presentación intersticial en pacientes con VIH21,22 y adenomegalia cervical23,24. En el caso del paciente, pudimos observar la forma esporotricoide, incluyendo compromiso cervical. Su presentación como causa de morbilidad en pacientes VIH positivos ha sido enfatizada22,25 así como el incremento en su incidencia tanto en inmunosuprimidos25 y en inmunocompetentes20. Fuentes de aguas como piscinas, tanques, pozos, agua industrial e incluso agua potable han mostrado se fuente de transmisión viable de M. Kansasii19,26,27, al igual que M marinum y M. Xenopi26, pudiendo representar alguna de estas la fuente de infección en el caso del paciente; M. kansasii no ha sido hallada en suelo ni en roedores19. Se reconocen siete subespecies, todas ellas potencialmente patogénicas, identificadas en pacientes VIH positivo, inmunocompetentes y en el medio ambiente14,28. Una hipótesis planteada en pacientes de edad pediátrica como predisponente para infección por MA es una respuesta inadecuada de gama interferón después de la estimulación inmunológica24. Entre las presentaciones menos usuales de M. kansasii destacan fiebre de origen oscuro en pacientes con VIH29, artritis séptica de curso indolente y con factores de riesgo como trauma o inmunosupresión30, y compromiso intraabdominal31. La enfermedad por MA ha mostrado hallarse en incremento, o se está diagnosticando mejor, y la infección por M. kansassi representa, después de M. avium complex, la segunda en frecuencia entre pacientes hospitalizados en Nagoya-Japón32. En una población con factor de riesgo para infección como pacientes seropositivos a VIH se ha reportado una incidencia de 115 casos por 100 000 individuos VIH positivos por año, de 647 casos por 100 000 individuos en estadio sida por año; en contraste a 2,4 casos por 100 000 habitantes seronegativos a VIH por año22. En el tratamiento de M. kansasii, claritromicina ha mostrado actividad in-vitro aceptable (MIC=1,0mg/L)33,34 y en forma combinada con quinolonas muestra ser efectiva en varias infecciones por MA8; asimismo, azitromicina ha demostrado ser efectivo en el tratamiento de algunas MA, incluyendo a M. kansasii9,34. En el caso del paciente la linfadenomegalia se resolvió tras un curso prolongado de quinolona y posteriormente azitromicina. El antibiograma mostró resistencia a rifampicina, que suele formar parte del tratamiento de MA en forma combinada, sin embargo, en el caso de M. kansasii ésta suele mostrar resistencia. Agradecimientos Nuestro agradecimiento al Dr. Richard Birtles de la Universidad de Bristol-Reino Unido, quien colaboró con las pruebas serológicas de Bartonelosis, y al Dr. Juan Carlos Palomino y Leen Rigouts del laboratorio Innogenetics de Bélgica, quienes colaboraron con la identificación de la especte de micobacteria.
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Instituto de la Medicina Tropical "Alexander von Humboldt", Universidad Peruana
Cayetano Heredia |
