EFICACIA DEL BACILLUS SPHAERICUS 2362 EN EL CONTROL DE LARVAS DE ANOPHELES PSUDOPUNCTIPENNIS (THEOBALD, 1901) Y CULEX QUINQUEFASCIATUS (SAY, 1823) EN BIOENSAYO DE LABORATORIO

Diana Nongrados¹, Julia Castro¹, Carlos Mariños¹, Alberto Laguna² y Roxana Ríos²

INTRODUCCIÓN

En el Perú, la malaria producida por Plasmodium vivax y P. falciparum se ha convertido en un serio problema de salud a nivel nacional. Desde su reintroducción, en 1992 a través de la frontera norte y de otras áreas de riesgo como, lo son las zonas fronterizas del Perú con Colombia y Brasil y la dispersión del Anopheles darlingi en la Amazonía, la malaria por P. falciparum se ha desplazado al Norte y Oriente del país, estableciendo un patrón ascendente en los departamentos de Loreto, Piura, Tumbes, Lambayeque, Cajamarca, San Martín, Amazonas y La Libertad (OGE MINSA, 1998).

Investigaciones sobre el control de los mosquitos hematófagos han tenido gran influencia en el campo de la salud pública, por el importante papel que cumplen en la transmisión de enfermedades al hombre. En el Perú, se conocen alrededor de 150 especies de mosquitos, de las cuales 43 son del género Anopheles. (Calderón et al., 1995). Entre ellos se encuentran los vectores de malaria, y el resto corresponde al grupo de los Culicíneos que incluyen los géneros Culex, Aedes, Sabethes, vectores de encefalitis equina, dengue y fiebre amarilla silvestre, respectivamente. Han sido incriminados como vectores principales de malaria en el Perú, Anopheles darlingi, An. benarrochi, An. albinianus y An. pseudopunctipennis, éste último de amplia distribución en el país; es altamente doméstico y de marcada preferencia antropofílica. Es considerado el principal vector de malaria en la costa y sierra del Perú (Calderón et al., 1995).

Asimismo, Culex quinquefasciatus y Anopheles pseudopunctipennis son considerados vectores implicados en las epidemias de Encefalitis Equina Venezolana ocurridas en el Perú (Ministerio de Salud, 1989) en los diferentes nichos ecológicos que presentan las zonas donde ocurrieron las epizootias en nuestro país.

El incremento de enfermedades transmitidas por vectores en los últimos diez años ha creado la necesidad de buscar métodos alternativos para el control vectorial. Los insecticidas de acción residual revolucionaron las estrategias de lucha antivectorial; sin embargo en años recientes su uso indiscriminado ha permitido la aparición y propagación de resistencia a los insecticidas y el surgimiento de formas de comportamiento evasivo en vectores de enfermedades, la contaminación ambiental y el uso creciente de nuevos tipos de insecticidas químicos y con elevados costos ponen de manifiesto que la lucha antivectorial ya no puede basarse exclusivamente de los productos químicos (OMS, 1976). Frente a estos problemas se plantea el método de Control Biológico en la lucha antivectorial como una buena alternativa de control, que consiste fundamentalmente en la manipulación del sistema de regulación natural, en beneficio del hombre (OMS, 1982).

De los métodos de control biológico, el microbiológico ha merecido el mayor apoyo y atención en todo el mundo (OMS, 1982) bacterias esporógenas han demostrado ser más específicas en su toxicidad contra organismos blancos que otros insecticidas. Son biodegradables, inocuas para el hombre, animales y plantas, además de que su autodispersión asegura su eficacia en sitios inaccesibles y tienen un alto efecto residual que las convierte en biolarvicidas muy económicos al no ser necesaria su aplicación frecuente (Montero et al., 1991).

Montero et al. (1991) en criaderos temporales y permanentes en la Habana, Cuba, comprobaron la efectividad de Bacillus sphaericus 2362, en formulación líquida, con dosis de 10 ml/ml, sobre mosquitos Culex quinquefasciatus, Anopheles albinianus y Aedes taeniorhynchus, obteniendo 100% de mortalidad entre las 24 y 72 h postaplicación. Arredondo et al. ( 1990) probaron 2 formulaciones de Bacillus sphaericus 2362: una granular y una liquida, sobre larvas de Anopheles albinianus, Culex quinquefasciatus y Culex coronator, en parcelas de campo en Tapachula y Chiapas al sur de México; obtuvieron para larvas de Culex una efectividad mayor al 87% utilizando 0,125 ml/m2 de formulación líquida y 67% de efectividad con 0,5 g/m2 de formulación granular, después de 12 semanas de tratamiento y una reducción larvaria de 68% con 2 g/m2 de formulación granular y 57% con 2 ml/m2 para larvas de Anopheles después de 18 semanas de tratamiento.

Castro et al. (1996) realizaron aplicaciones con Bacillus sphaericus 2362 en criaderos naturales ubicados en 5 subregiones de Salud obtuvieron una eficiencia de mortalidad larvaria de 96,6% (La Libertad), 96,9% (Piura), 89,2 % (Sullana) y 84,6% (San Martín) de poblaciones de mosquitos de la Familla Culicidae a las 48 h postaplicación con una dosis de 10 ml/m2, mientras que Tumbes mostró valores negativos.

Lacey et al. (1986a) evaluaron en cultivos de arroz en Arkansas, concentraciones de Bacillus sphaericus 2362 contra larvas de mosquitos, demostrando que con dosis de 0,58 y 1,17 L/ha se obtuvo una reducción de Anopheles quadritnaculatus de 71 y 82% respectivamente a las 48 h de aplicado. Una semana después de la aplicación, también observaron reducción de la población larvaria.

El objetivo fundamental del presente trabajo fue determinar la susceptibilidad del Bacillus sphaericus 2362 formulación líquida frente a larvas de Anopheles pseudopunctipennis y Culex quinquefasciatus en condiciones de laboratorio, a través de la reducción larvaria, y determinar si las características fisicoquímicas y bacteriológicas del agua influyen en la acción tóxica del bacilo, investigación que aportará al conocimiento de la eficacia del Bacillus sphaericus 2362 en el control de vectores transmisores de enfermedades metaxónicas en nuestro país.

MATERIAL Y MÉTODOS

A) IDENTIFICACIÓN DE CRIADEROS Y MANTENIMIENTO DE LARVAS EN EL INSECTARIO

Los criaderos se caracterizaron según su permanencia, presencia o no de vegetación y grado de contaminación de las aguas; se identificaron tres criaderos en el drea urbana y rural, cercana a la ciudad de Lima, un criadero, permanente (Laguna de 500 m de área) con larvas de Anopheles pseudopunctipennis, ubicado en el Asentamiento Humano "Nueva Jerusalén" km 20 de la Panamericana Norte, distrito de Carabayllo, cuyas aguas son filtraciones del río Chillón, y 2 criaderos temporales (tanques de cemento para almacenar agua, con un drea de 5 m2) ubicados en el Fundo Pando, 10 km de la ciudad de Lima, distrito de San Miguel y en el Asentamiento Humano "Pachacutec" 50 km de Lima, distrito de Ventanilla con larvas de Culex quinquefasciatus. (Fig. 2).

Las colectas larvarias se realizaron durante los meses, entre Julio y diciembre de 1997 y para el análisis de los parámetros físico-químicos y bacteriológicos del agua de los criaderos se tomaron muestras de agua en frascos estériles de 1 litro de capacidad que fueron analizadas por el laboratorio de Control Ambiental de la Dirección General de Salud Ambiental (DIGESA) del Ministerio de Salud.

La población blanco fue colectada con bandejas de plástico y separada con cucharones esmaltados de 350 mi. Se colectaron todos los estadios larvarios, siendo transportadas al Laboratorio de Inmunología Parasitaria y Epidemiología de la Facultad de Ciencias Biológicas de la Universidad Nacional Mayor de San Marcos. Las muestras colectadas fueron separadas por estadios larvarios I y II y colocadas en bandejas de plástico blanco (26 cm de largo x 16 cm de ancho y 5 cm de altura) tratando de mantenerlas en condiciones naturales y a temperatura ambiente (27 'C) y humedad relativa de 97%, alimentadas cada 24 horas con 1,5 gramos de alimento para pollos (Purina) pulverizado, durante 7 días previos a los bioensayos para la adaptación a las condiciones de laboratorio.

B) CARACTERIZACIÓN DEL BIOLARVICIDA PREPARACIÓN Y CUANTIFICACIÓN DEL INÓCULO

El biolarvicida utilizado fue Bacillus sphaericits, cepa 2362 en formulación liquida de color gris con nombre comercial GRISELESF, proporcionado por LABIOFAM (Cuba), que contiene esporas y cristales tóxicos, con un título 3 x 10 9 esporas/mL, con CL50 0,090691 mg de esporas/L; un CL90 0,15058 mg de esporas/L, de aspecto concentrado por fermentación.

Para el aislamiento de las colonias se utilizó como medio de cultivo Agar NYSM (medio caldo nutriente, extracto de levadura y sales) (Yousten y Davidson, 1982) e incubando a 37oC durante 24 h. Las colonias aisladas fueron marcadas y sometidas a su identificación morfológica a través de la coloración GRAM y bioquímica diferencial (acidez, gas, acetoína, reducción de nitratos, indol, caldo V-P, hidrólisis de almidón, catalasa, caseína y tirosina). Para el análisis cuantitativo del inóculo, se utilizó el método del recuento estándar en placas, con diluciones seriadas hasta obtener la cuantificación del inóculo por cada dosis de biolarvicida; se realizó diluciones hasta 10-11 de cada una. El recuento de colonias se hizo por el número de Unidades Formadoras de Colonias (UFC), registrándole como cuenta estándar en placa por mililitro. Se utilizaron 4 diferentes concentraciones de biolarvicida como inóculos en los bioensayos de laboratorio 1 x 10 11, 1,5 x 10 11, 2,5 x 10 11, 3,9 x 10 11 esporas/mL que corresponden a las dosis 50 ml/L, 100 ml/L, 150 ml/L y 200 ml/L respectivamente. Cada inóculo de aplicación fue preparado colocando en tubos de prueba volúmenes de 9,5, 9, 8,5 y 8 mL de agua destilada estéril; se agregó 0,5 mL, 1 mL, 1,5 mL y 2 mL de biolarvicida puro respectivamente, y se obtuvo un volumen final de 10 mi en todos los tubos con inóculo.

C) BIOENSAYO DEL LABORATORIO

Para el estudio experimental se utilizaron larvas del segundo y tercer estadio de Anopheles pseudopunctipennis y Culex quinquefasciatus. En condiciones de laboratorio se hicieron 12 réplicas divididas en 6 por especie. Para los bioensayos se dispusieron de 32 vasos de prueba (7,5 cm de alto y 8,5 de diámetro con capacidad de 250 ml) para cada especie larvaria y se utilizaron dos tipos de agua: destilada y de criadero. En 16 vasos se colocaron 150 mi de agua destilada y en otros 16 vasos 150 mi de agua de criadero, luego se añadieron 25 larvas en cada vaso. Las pruebas se hicieron por triplicado para cada concentración de biolarvicida probada, utilizándose también un vaso control con la misma densidad larvaria por concentración y por tipo de agua para cada especie larvaria, con un total de 800 larvas por prueba. El procedimiento experimental siguió los lineamientos recomendados por la OMS (WHO, 1985).

Se tomó la temperatura media del agua destilada y del criadero, así como el pH de las mismas, antes de aplicarse cada una de las concentraciones de biolarvicida; luego se vertió 1 mL de cada concentración sobre la superficie del agua en cada uno de los recipientes, a los controles sólo se les colocó agua destilada y/o agua de criadero y 25 larvas. Los recuentos de la mortalidad larvaria se realizaron a las 12, 24, 36, 48 y 72 h postaplicación. Fueron consideradas larvas muertas aquellas que no reaccionaron cuando se les tocó en la región cefálica; larvas moribundas las que se mantenían por debajo de la superficie del agua o las que no tuvieron la reacción característica de sumergirse.

D) ANÁLISIS DE LA ENTOMOTOXICIDAD

El porcentaje de mortalidad larvaria por dosis se evidenció con el número total de larvas muertas y moribundas. Cuando la mortalidad larvaria en los vasos control estuvo comprendida entre el 5-10% se corrigieron los porcentajes de mortalidad mediante la fórmula de Abbott (WHO, 1985). La toxicidad se reportó como Concentración Letal Media CL50 y CL90 según programa de análisis Probit 1.4. Para medir la eficacia del Bacillus sphaericus 2362, se utilizó la prueba paramétrica de análisis de varianza ANOVA y para comprobar la significancia entre tratamientos y medir si la calidad del agua intervino en los resultados obtenidos, se utilizó el método de análisis multivariado (MANOVA) del paquete estadístico SPSS-WIN 7.5.

Tabla 1. Caracterización fisioquímicas y bacteriológicas del agua de los criaderos

Indicadores	Criadero de An. pseudopunctipennis	Criadero de Cx. quinquefasciatus
pH 6,9 7,8 Temperatura °C 20°C 21°C Turbiedad 1,79 UNT 5,6 UNT Color 18 Unidad Color 29,1 Unidad de Color Cloruros 12 mg/L Cl-1 8 mg/L Cl-1 Sólidos totales disueltos 316 mg/L 560 mg/L Nitritos 0,03 ppm 0,15 ppm OD ppm 1,8 ppm 0,2 ppm Conductividad 407 umhos/cm 337 umhos/cm NMP coliformes totales 6,3 x 105 UFC/ml 4,5 x 104 UFC/ml NMP coliformes fecales 1,2 x 103 UFC/ml 3,2 x 102 UFC/ml

 

RESULTADOS

Los resultados de los análisis físico-químicos y microbiológicos de las aguas de los criaderos de Culex y Anopheles reportan aguas claras con bajos niveles de polución y se expresan en la Tabla 1.

El cultivo de Bacillus sphaericus 2362 en Agar NYSM evidenció colonias cremosas, opacas, de borde irregular, con crecimiento ramificado y abundante. Se observaron bacterias bacilares, y se presentaron esporas esféricas que se sitúan en la parte terminal del esporangio, Gram (+) y pruebas diferenciales [Acidez (-), Gas (-) y Acetoína (-), Caseína (+), Tirosina (-), Hidrólisis del Almidón (-), Reducción de Nitratos Indol (-), Caldo V-P (+) y Catalasa (+)] que caracterizaron a la especie Bacillus sphaericus.

La mortalidad larvaria de Culex quinquefasciatus aumentó en relación directa a la concentración (esporas/mL) en ambos tipos de agua (Fig. 1). Durante el desarrollo experimental, se comprobó la elevada susceptibilidad de larvas del II y III estadio de Culex quinquefasciatus frente a diferentes concentraciones utilizadas de Bacillus sphaericus 2362. También se comprobó por ensayos repetitivos (6 réplicas) que Anopheles pseudopunctipennis no es susceptible a Bacillus sphaericus 2362, porque no se evidenció mortalidad larvaria, con ninguna concentración.

Fig.1 Curva dde Mortalidad Acumulativa de Cx. quinquefascciatus vs. Concentración de Bacillus sphaericus 2362 a las 48 horas de exposición

 

Tabla 2. Porcentaje acumulativo de mortalidad larvaria de Culex quinquefasciatus y Anopheles pseudopunctiopennis con Bascillus sphaerics 2362 en agua destilida

Concentración esporas/ml	Tiempo de exposición
	12h		24h		36h		48h		72h
	Cx	An.	Cx.	An.	Cx.	An.	Cx	An.	Cx.	An.
Control o testigo (100 larvas II y III) 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0
1 x 1011 0,9 0 64,9 0 82,2 0 89,8 0 100,0 0 1,5 x 1011 0,9 0 69,8 0 85,3 0 93,3 0 100,0 0 2,5 x 1011 1,3 0 72,9 0 89,8 0 97,8 0 100,0 0 3,9 x 1011 1,9 0 80,4 0 94,7 0 100,0 0 100,0 0
2,2 x 1011 1,3 0 72,0 0 88,0 0 95,2 0 100,0      0
Cx.= Culex quinquefasciatus An = Anopheles pseudopunctipennis

 

Tabla 3. Porcentaje acumulativo de mortalidad larvaria de Culex quinquefasciatus y Anopheles pseudopunctipennis con Bascillus sphaericus 2362 en agua de criadero

Concentración esporas/ml	Tiempo de exposición
	12h		24h		36h		48h		72h
	Cx	An.	Cx	An.	Cx	An.	Cx	An.	Cx	An.
Control o testigo (100 larvas II y III) 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0
1 x 1011 1,3 0 64,9 0 82,2 0 89,8 0 100,0 0 1,5 x 1011 1,8 0 69,8 0 85,3 0 93,3 0 100,0 0 2,5 x 1011 1,8 0 72,9 0 89,8 0 97,8 0 100,0 0 3,9 x 1011 2,2 0 80,4 0 94,7 0 100,0 0 100,0 0
2,2 x 1011 1,8 0 72,0 0 88,0 0 95,0 0 100,0    0
Cx.= Culex quinquefasciatus An. =Anopheles pseudopunctipennis

 

Los porcentajes acumulativos de mortalidad larvaria en agua destilada y agua de criadero de Culex quinquejasciatus frente a Bacillus sphaericus 2362 son presentados en las Tablas 2 y 3. A las 12 horas de exposición los porcentajes de mortalidad larvaria alcanzaron valores menores al 3% con todas las concentraciones utilizadas y en ambos tipos de agua. A las 24 horas de exposición usando concentraciones mayores a 1,5 x 10 11 ufc/mL se observó porcentajes acumulativos de mortalidad larvaria mayor a] 50% de la población expuesta en ambos tipos de agua. Los valores máximos de mortalidad se obtuvieron a las 48 horas de exposición, obteniendo porcentajes acumulativos de reducción larvaria del 85,8%, 91,1%,96,4% y 100% en agua destilada y 89,8%, 93,3%, 97,8% y 100% en agua de criadero con concentraciones de 1 x 10 11, 1,5 x 10 11, 2,5 x 10 11, 3,9 x 10 11 esporas/ml respectivamente. El 100% de mortalidad larvaria se obtuvo a las 72 h de exposición con todas las concentraciones aplicadas en ambos tipos de agua; no se observó mortalidad larvaria en los controles Tablas 2 y 3.

La prueba paramétrica de ANOVA (Tablas 6 y 7) determinó que la presencia de Bacillus sphaericus 2362 en los vasos de prueba indujo la mortalidad larvaria de Culex qinquefasciatus, y se obtuvo diferencias significativas entre los grupos tratados y control a un nivel de significancia de 0,05, se obtuvo un valor p = 0,031 < 0,05 para agua destilada y p = 0,012 < 0,05 para agua de criadero, lo que determina que existen diferencias significativas entre tratamientos. Para probar si la calidad de agua tuvo influencia en los resultados obtenidos se utilizó el Análisis Estadístico de MANOVA (Tablas 8 y 9), donde no se obtuvo diferencias significativas entre los tipos de agua a un nivel de significancia 0,05. El valor p = 0,789 > 0,05, indica que estadísticamente no existen diferencias significativas entre los dos tipos de agua para cualquier nivel de concentración del biolarvicida. Igualmente las pruebas individuales para cada nivel de concentración de biolarvicida entre los dos tipos de agua no difieren significativamente (p = 0,847 > 0,05, p = 0,905 > 0,05, p = 0,952 > 0,05, p = 0,996 > 0,05) cuando se usa una concentración específica de 1 x 10 11, 1,5 x 10 11, 215 x 10 11, 3,9 x 10 11 esporas/ml respectivamente.

Tabla 4. Estimado de los valores de concentración letal de biolarvacida para agua destilada según Análisis Probit a las 48h de exposición

Puntos	Valor Estimado de Concentración mg/L	95% Límite de Confianza
		Inferior	Superior
LC 1,00 0,0215 0,0000 0,0905 LC 5,00 0,0271 0,0000 0,1376 LC 10,00 0,0410 0,0000 0,1722 LC 12,00 0,0541 0,0000 0,2006 LC 50,00 0,1750 0,0000 0,3880 LC 85,00 0,5666 0,0341 0,8929 LC 90,00 0,7481 0,2067 1,4669 LC 95,00 1,1292 0,7061 12,9543 LC 99,00 2,4444 1,3267 4107,6289
LC50= 0,1750 mg esporas/L LC90= 0,7481 mg esporas/L

 

La toxicidad de Bacillus sphaericits 2362 sobre larvas de Culex quinquefasciatus a las 48 h de exposición presentó valores de LC 50 = 0, 1750 mg esporas/l y LC 90 = 0,7481 mg de esporas/l en agua destilada, asimismo, para agua de criadero los valores de toxicidad fueron de LC 50 = 0. 1081 mg de esporas/L, y LC 90 = 0.5709 mg de esporas/L, según programa de análisis Probit. Tablas 4 y 5.

Tabla 5. Estimado de los valores de concentración letal de biolarvacida para agua de criado según Análisis Probit a las 48 h de exposición

Puntos	Valor estimado de Concentración mg/L	95% Límite de Confianza
		Inferior	Superior
LC 1,00 0,0053 0,0000 0,0073 LC 5,00 0,0128 0,0000 0,0908 LC 10,00 0,0205 0,0000 0,1154 LC 15,00 0,0281 0,0000 0,1478 LC 50,00 0,1081 0,0000 0,4780 LC 85,00 0,4152 0,0000 0,6729 LC 90,00 0,5709 0,0347 0,9011 LC95,00 0,9152 0,3064 1,7995 LC 99,00 2,2173 1,1134 4055,3145
LC50 = 0,1081 mg esporas/L LC90 = 0,5709 mg esporas/L

 

Tabla 6. Prueba de Significancia para tratamiento en agua destilada usando única Suma de Cuadrados Análisis de Varianza (ANOVA)

Fuente de Variación	SS	DF	MS	F	Sig of F
Término de error 34,70 15,0 2,31 - - Bloques 2570,16 5,0 514,03 222,22 0,000 Tratamientos 27,01 3,0 9,00 3,89 0,031 Total 2631,88 23,0 114,43 - -
Valor crítico (Sig of F) resultado de p = 0,031 >0,05 SS = Suma de Cuadrados DF = Grado de Libertad MS = Cuadrado Medio F = F Estimado Sig of F = Prueba de Significancia

 

Tabla 7. Prueba de Significancia para tratamiento en agua de criadero usando Única Suma de Cuadrados. Análisis de Varianza (ANOVA)

Fuente de Variación	SS	DF	MS	F	Sig of F
Término de error 8,63 15,0 .58 - - Bloques 2688,67 5,0 537,73 934,15 0,000 Tratamientos 8,97 3,0 2,99 5,19 0,012 Total 2706,28 23,0 117,66 - -
Valor crítico (Sig of F) resultado de p = 0,012 < 0,05 SS = Suma de Cuadrados DF = Grado de Libertad MS = Cuadrado Medio F  = F Estimado Sig of F = Prueba de Significancia

 

DISCUSIÓN

Los valores máximos de mortalidad que se obtuvieron a las 48 horas de exposición con un promedio de 93% y 95% de reducción larvaria, en agua destilada y agua de criadero respectivamente, a las concentraciones de 1 x 10 11, 1,5 x 10 11, 2,5 x 10 11, 3,9 x 10 11 esporas/ mL, presentan una mediana 2,2 x 10 11 ufc/mL. Los altos valores de LC50 y LC90 hallados para agua destilada y para agua de criadero nos indican mayor presencia de unidades formadoras de colonias (ufc) en las concentraciones utilizadas con respecto al homogenizado, y asimismo pérdida de la capacidad entomocida, debido a que se necesita mayor carga de inóculo en cada concentración para obtener la misma toxicidad. Esto sugiere la existencia de esporas y de células vegetativas en el homogenizado. Bacillus sphaericus tiene que estar completamente esporulado para mantener elevada su capacidad entomocida (Davidson E., 1984a).

Aun así, son apenas superiores a los reportados por Nicolas et at. (1987), quienes utilizando una solución concentrada que contiene 2 x 10 11 esporas/mL de B. sphaericus cepa 2362, en bioensayos de laboratorio, obtuvieron un 98% de mortalidad de Culex quinquefasciatus a las 48 horas de exposición. Similares resultados se aprecia en el trabajo de Mulla et al. (1991), en ensayos de laboratorio utilizando Bacillus sphaericus 2362 (polvo primario) con títulos de 1 x 10 11 esporas/mL contra larvas del cuarto estadio de Culex quinquefasciatus, obtuvieron un LC50 de 0.004 mg/L a las 48 horas postaplicación, que es 22,7 veces mayor al reportado para el homogenizado comercial. La variación en el nivel de actividad puede ser atribuida a diferentes factores tales como la cepa de larva (en las pruebas se usaron cepas silvestres de Culex quinquefasciatus y Anopheles pseudopuctipennis), edad y vigor de la larva y procedimientos usados en los bioensayos, ya que no todos utilizan los mismos protocolos en el momento de evaluar la toxicidad.

Majori et al. (1987) evaluando en bioensayos de laboratorio la cepa Bacillus sphaericus 2362 (spray seco) contra larvas de Culex quinquefasciatus reportaron un LC90 de 0,031 ppm a las 48 de exposición; asimismo, obtuvieron un LC50 de 0,022 ppm y un LC90 de 0.130 ppm para larvas del tercer y cuarto estadio de Anopheles gambiae, a las 48 h de exposición. Consoli et al. (1997) evaluaron Bacillus sphaericus 2362 (concentrado emulsionable) contra larvas del tercer y cuarto estadio de Culex quinquefasciatus reportaron en condiciones de laboratorio un LC50 de 1,3 ± 0,6 mg/L y LC90 de 5,5 ± 1,5 mg/L, después de 48 h de exposición.

Tabla 8. Prueba de Significancia Multivariado para los tratamientos entre los dos tipos de agua Análisis Multivariado (MANOVA)

Nombre de la Prueba	Valores	F	DF	Error DF	Sig F
PILLAIS 0,19413 0,42157 4,00 7,00 0,789 HOTELLINGS 0,24090 0,42157 4,00 7,00 0,789 WILKIS 0,80587 0,42157 4,00 7,00 0,789
ROYS 0,19413 - - - -
Valor crítico (Sig of F) resultado de p= 0,789 > 0,05 F = Estadístico de Prueba DF= Grado de Libertad Error DF = Grado de Libertad del Error Sig of F = Prueba de Significancia

 

Tabla 9. Prueba de Significancia Univariado entre los dos tipo de agua a un nivel de dosis de biolarvacia utilizados. Análisis Multivariado (MANOVA)

Variable	Hypoth. SS	Error SS	Hypoth. MS	Error MS	F
0.5x 4,68750 1199,74167 4,68750 119,974167 0,03907 1x 1,92000 1271,22667 1,92000 127,122667 0,01510 1.5x 0,52083 1358,378833 0,552083 135,838833 0,00383 2x 0,00333 1472,81333 0,00333 147,281333 0,00002
Valor crítico (Sig of F) resultado de : p = 0,847 > 0,05, p= 0,905> 0,05, p= 0,952> 0,05, p=0,996>0,05 Hypoth. SS = Suma de Cuadrados de la Hipótesis Error SS = Suma de Cuadrados del Error Hypot. MS = Cuadrado Medio de la Hipótesis Error MS = Cuadrado Medio del Error F = Estadístico de Prueba Sig of F = Prueba de Significancia 0,5 x = 50ml/L (,5 x 1011 esporas/ml) 1x = 100ml/L (1 x 1011 esporas/ml) 1,5x = 150ml/L (2,5 x 1011 esporas/ml) 2x = 200 ml/L (3,9 x 1011 esporas/ml)

 

Davidson et al. (1984b) en bioensayos de laboratorio y en parcelas pequeñas en California, confirmaron que Bacillus sphaericus tiene un restringido rango de hospederos, dependiendo de las condiciones del laboratorio; la mayoría de especies de Culex fueron las más susceptibles para este organismo. El comportamiento de Anopheles sp., parece ser variable; aunque pocas especies de Anophelinos han sido usados en los bioensayos. Por ejemplo, An. albimanus, An. stephensi son completamente sensibles, mientras que An. quadrimaculatus es menos sensible.

Según la OMS (1992), las larvas de mosquitos de los géneros Psorophora y Culex son muy susceptibles a Bacillus sphaericus, seguido por los géneros Mansonia, Anopheles y Aedes, en orden decreciente. Las larvas de Culex tienen un nivel de susceptibilidad muy elevado, del mismo orden que su susceptibilidad a los larvicidas químicos de uso corriente. Las larvas de Anopheles, en general, son 10-20 veces mds tolerantes a ]as toxinas de Bacillus sphaericus que las de Culex; en cambio, las larvas de Aedes aegypti son mil veces más tolerantes. Diferentes autores han observado este perfil larvicidal para Bacillus sphaericus 2362 y otras cepas, como los revisados por Lacey y Undeen (1986b), donde preparaciones de esporas y cristales de Bacillus sphaericus los aplicaron sobre larvas de Aedes aegypti en dosis de 100 a 1000 veces más, que lo requerido por Culex quinquefasciatus. Existen diversos trabajos que demuestran diferentes niveles de sensibilidad de larvas de mosquitos a las diferentes cepas de Bacillus sphaericus, que hacen pensar que la eficacia y eficiencia de Bacillus sphaericus como controlador biológico efectivo dependen de la especie de mosquito, tipo de agua, cepa bacteriana, formulación del insecticida etc. Los trabajos realizados en Brasil, EE.UU. y Australia han demostrado que B. sphaericus 2362, IB y 2297 son igual de efectivos contra Culex quinquefasciatus y Aedes atropalpus, y que la cepa 1593 es tóxica para Aedes nicromaculis. Otros concluyen que Bacillus sphaericus es más activo contra Culex sp. y Anopheles sp. y menos activo contra Aedes sp. (Baumann et al., 1991; Berry et al., 1993; Porter et al., 1993).

La calidad, tipo de agua, pH y luz solar son factores importantes en la determinación de la eficacia del Bacillus sphaericus 2362 para disminuir la densidad poblacional de larvas de mosquitos. En los bioensayos se utilizó agua destilada y agua de criadero. El agua del criadero de Culex quinquefasciatus se caracterizó por ser clara, con bajos niveles de polución, abundante vida animal y vegetal. La presencia de sustancias orgánicas aumentan el proceso de ingestión de partículas alimenticias de las larvas, que actúan como fagoestimulantes en el agua de criadero (Rashed y Mulla, 1989). Los resultados obtenidos en la determinación del LC50 y LC90 en los bioensayos con agua de criadero y agua destilada no indican diferencias significativas.

Bacillus sphaericus provee un elevado nivel de control en aguas claras más que en aguas poluidas (Mian y Mulla., 1983). Estos resultados coinciden con nuestras observaciones. Algunos autores reportan que la actividad de Bacillus sphaericus fue adversamente afectada por elevados niveles de polución en el agua. Des Rochers y García (1984) demostraron que Bacillus spha 2362 persiste y permanece tóxico en una variedad de tipos de agua, pero el agua de desaguadero primario (80 mg/L de sólidos suspendidos) tiene efectos negativos en la persistencia bacteriana en comparación con el agua de desaguadero secundaria (12 mg/L de sólidos suspendidos) y agua de lluvia. Jones et al. (1990), en Arkansas, demostraron la eficacia de Bacillus sphaericus cepa 2362 en aguas de acequias de alcantarillado doméstico contra larvas de 2 y 3 estadio de Culex quinquejasciatus después de 48 horas postaplicación, lograron una eficacia de 80-93% de poblaciones larvales.

Fig. 2 Ubicación de los criaderos identificados en Lima

 

CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES

1. La especie Culex quinquefasciatus es susceptible a Bacillus sphaericus 2362, mientras que la especie Anopheles pseudopunctipennis no evidenció susceptibilidad.

2. Concentraciones mayores de 1,5 x 10 11 esporas/mL del Bacillus sphaericus 2362 provocaron más del 90% de reducción larvaria de Culex quinquefasciatus a las 48 horas de exposición.

3.La efectividad de la actividad larvicida de Bacillus sphaericus 2362 contra larvas de mosquitos está en relación con la especie de mosquito y la concentración utilizada.

4.Realizar evaluaciones de campo, en diferentes tipos de criaderos (niveles de polución) y con diferentes especies de anofelinos vectores de malaria.


Ver referencias

_____________________________________________

1. Laboratorio de Inmunología Parasitaria y Epidemiología. Faculta Ciencias Biológicas, Universidad Nacional Mayor de San Marcos, Av. Venezuela s/n, Lima, Perú. E-mail: dnongrados@hotmail.con, d19007@unmsm.edu.pe
2. Oficina General de Epidemiología. MINSA. Grupo ASIS.

 

---

Volumenes anteriores

Listado de Revistas